Un moteur à cliquet rotatif DNA origami

Nov 05, 2023

Nature volume 607, pages 492–498 (2022)Citer cet article

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Pour conférer une directionnalité aux mouvements d'un mécanisme moléculaire, il faut surmonter les forces thermiques aléatoires qui sont omniprésentes à de si petites échelles et en solution liquide à température ambiante. En équilibre sans apport d'énergie, le mouvement directionnel ne peut être maintenu sans violer les lois de la thermodynamique. Dans des conditions éloignées de l'équilibre thermodynamique, un mouvement directionnel peut être obtenu dans le cadre de cliquets browniens, qui sont des mécanismes diffusifs qui ont brisé la symétrie d'inversion1,2,3,4,5. On pense que le cliquet sous-tend la fonction de nombreux moteurs biologiques naturels, tels que la F1F0-ATPase6,7,8, et il a été démontré expérimentalement dans des systèmes synthétiques à micro-échelle (par exemple, à notre connaissance, le premier dans la réf. 3) et aussi dans les moteurs moléculaires artificiels créés par synthèse chimique organique9,10,11,12. La nanotechnologie de l'ADN13 a produit une variété de mécanismes à l'échelle nanométrique, y compris des pivots, des charnières, des curseurs à manivelle et des systèmes rotatifs14,15,16,17, qui peuvent adopter différentes configurations, par exemple, déclenchés par des réactions de déplacement de brins18,19 ou en modifiant des paramètres environnementaux tels que comme le pH, la force ionique, la température, les champs externes et en couplant leurs mouvements à ceux des protéines motrices naturelles20,21,22,23,24,25,26. Ces travaux antérieurs et compte tenu de la dynamique à faible nombre de Reynolds et de la stochasticité inhérente27,28 nous ont conduits à développer un moteur rotatif à l'échelle nanométrique construit à partir d'origami d'ADN qui est entraîné par cliquet et dont les capacités mécaniques se rapprochent de celles des moteurs biologiques tels que F1F0-ATPase.

Nous avons utilisé les méthodes de l'origami d'ADN29,30 pour concevoir et fabriquer un socle de 40 nm de haut et 30 nm de large sur lequel nous avons fixé une plate-forme triangulaire équilatérale avec des bords de 60 nm de long et une épaisseur de 13 nm (Fig. 1a-c et Figures supplémentaires 1 et 2). Une section du socle qui fait saillie à travers la cavité centrale de la plate-forme triangulaire comprend un site d'amarrage pour un bras de rotor. Le site d'amarrage est fixé au moyen d'un point pivot composé de trois nucléotides non appariés près du milieu de la plate-forme triangulaire sur le socle. Le bras du rotor se compose à son tour de deux modules de tige rigides joints bout à bout (chacun étant un origami d'ADN séparé) (Fig. 1d, e et Fig. 3 supplémentaire) d'une longueur totale de 550 nm. La longueur du bras du rotor a été choisie pour permettre le suivi des changements d'orientation angulaire des moteurs individuels en temps réel dans un microscope à fluorescence à diffraction limitée et pour ralentir les mouvements angulaires par frottement visqueux avec le solvant, inspiré des expériences classiques de Kinosita et d'autres qui ont montré la rotation de moteurs F1-ATPase marqués à la F-actine8. Les modules de bâtonnets étaient constitués de dix doubles hélices d'ADN disposées selon un motif de réseau en nid d'abeille (Fig. 1d, e). Il a déjà été démontré que de tels faisceaux hélicoïdaux avaient des longueurs de persistance dans le régime de plusieurs micromètres31. Le bras du rotor peut ainsi être considéré comme une tige rigide mais élastique. Le bras du rotor fait saillie de chaque côté du point de pivot au-delà des limites de la plate-forme triangulaire. Avec cette conception, le bras du rotor est contraint stériquement à des rotations uniaxiales autour du point de pivotement dans le plan du triangle. Nous avons également installé des obstacles physiques sur les trois bords de la plate-forme triangulaire (Fig. 1c). Les obstacles sont constitués de plaques rectangulaires de 18 nm de long qui dépassent avec une inclinaison d'environ 50° de la surface de la plate-forme triangulaire. Les plaques ont été maintenues rigidement à cet angle avec un ensemble d'entretoises à double hélice. Pour surmonter les obstacles lors du balayage sur la plate-forme triangulaire, le bras du rotor doit se plier vers le haut. La flexion constitue une barrière énergétique qui peut piéger le rotor entre les obstacles de manière pondérée par Boltzmann. Le moteur comprend également des modifications fonctionnelles telles que des fragments de biotine et des colorants fluorescents (Fig. 1f) pour permettre l'observation expérimentale du mouvement des particules motrices individuelles. Avec les fractions de biotine, les stators peuvent être fixés de manière rigide aux lamelles de verre de microscope à travers plusieurs liaisons biotine-neutravidine par stator, et les multiples colorants fluorescents aux extrémités du bras rotatif permettent de déterminer son orientation à l'aide du suivi centroïde32 par rapport à la position du séparément plate-forme triangulaire étiquetée (Fig. 1f).

a,b, schémas d'un piédestal et d'une plate-forme triangulaire, respectivement. Les cylindres indiquent les doubles hélices d'ADN. c, Illustration schématique des étapes d'assemblage du moteur. d,e, Composants du bras du rotor. f, gauche, illustration schématique de la configuration expérimentale pour observer la dynamique du moteur dans un microscope TIRF inversé. Le socle est fixé par plusieurs liaisons biotine-neutravidine à une lamelle de microscope. Étoile orange, colorants Cy5. Étoiles bleues, positions d'étiquetage pour les brins d'imageur DNA-PAINT. A droite, deux électrodes de platine sont immergées dans la chambre à liquide par le haut et connectées à un générateur de fonctions générant un courant alternatif rectangulaire pour créer une modulation énergétique à axe fixe qui agit sur tous les moteurs.

En équilibre thermique, tout mouvement dans n'importe quelle direction sera contrebalancé par le mouvement opposé de sorte que le système ne sera pas biaisé dans la limite de temps long ; sinon, nous aurions un perpétuel mobile. Notre moteur est donc conçu pour fonctionner comme un cliquet dans des conditions hors d'équilibre thermique. Pour obtenir un effet de cliquet asymétrique ou biaisé, nous appliquons un champ de courant alternatif électrique (CA) non rotatif à l'aide d'électrodes immergées dans la chambre à liquide (Fig. 1f et voir également Données étendues Fig. 1). Le champ provoque un courant ionique alternatif circulant dans la chambre d'échantillon le long d'un axe fixe. La force nette moyennée dans le temps créée par cette modulation externe est nulle. Il n'y a pas d'information fournie par la modulation externe qui pourrait dicter une rotation du moteur. Au lieu de cela, selon la nature et l'emplacement des minima énergétiques dans le moteur par rapport à l'axe du champ électrique, la modulation peut produire une asymétrie cinétique par cycle de champ qui amène le moteur à se déplacer avec un sens de rotation préféré (Extended Data Fig. 2 ).

Nous avons codé notre conception de moteur dans des séquences d'ADN29 (ensembles de données supplémentaires 1 à 5) et avons auto-assemblé les moteurs dans des mélanges réactionnels en un seul pot en utilisant les procédures décrites précédemment33. Nous avons évalué la qualité de l'auto-assemblage à l'aide d'une analyse de mobilité électrophorétique sur gel (données étendues Fig. 3) et validé la forme 3D du complexe moteur, y compris le socle, la plate-forme triangulaire et le quai du rotor, avec une carte de densité électronique 3D qui nous avons déterminé à l'aide de la microscopie cryo-électronique à une seule particule (cryo-EM) (Fig. 2a, b et Extended Data Fig. 4). Dans la résolution, la carte de densité électronique a montré toutes les principales caractéristiques structurelles souhaitées, y compris les obstacles et le quai du rotor. Nous avons également validé l'assemblage correct du complexe moteur complet avec le bras de rotor pleine longueur par imagerie avec microscopie électronique à transmission à coloration négative (TEM) (Fig. 2c).

a, Différentes vues d'une carte de densité électronique 3D du bloc moteur déterminée au moyen d'une cryo-EM à une seule particule (voir également Données étendues Fig. 4 et dans la banque de données de microscopie électronique (EMDB) sous le code EMD-14358). b, détail de la carte cryo-EM du bloc moteur représenté à différents seuils de densité auxquels les trois obstacles et le quai du rotor peuvent être discernés. En médaillon, schéma montrant les six sites d'habitation privilégiés du bras du rotor. c, Exemples d'images TEM à coloration négative d'une variante de moteur avec un long bras de rotor attaché. Barre d'échelle, 50 nm. d, Exemples d'images de fluorescence à une seule particule. Barre d'échelle, 500 nm. Les images montrent l'écart type de l'intensité moyenne par pixel calculée sur toutes les images des vidéos TIRF enregistrées. e, images DNA-PAINT montrant les positions de l'extrémité du bras du rotor par rapport à la plate-forme triangulaire. Barre d'échelle, 500 nm.

La microscopie par fluorescence à réflexion interne totale (TIRF) de particules motrices immobilisées en surface en équilibre a montré des particules en rotation dans lesquelles le bras du rotor occupait préférentiellement six positions discrètes (Fig. 2d et Extended Data Figs. 5a et 6). Ces positions correspondaient à des orientations avec le bras du rotor piégé de part et d'autre des obstacles saillants, que nous avons établis à l'aide de l'imagerie DNA-PAINT34 (Fig. 2e et Extended Data Fig. 5b). Les images DNA-PAINT fournissent également une illustration convaincante des dimensions relatives de la plate-forme triangulaire par rapport au bras de rotor beaucoup plus long. Notre complexe moteur réalise ainsi un mécanisme rotatif diffusif présentant plusieurs minima énergétiques (Extended Data Fig. 7).

Nous avons utilisé le suivi centroïde32 pour déterminer plus précisément l'orientation du bras du rotor par image à partir des vidéos TIRF à une seule particule. À l'équilibre, c'est-à-dire lorsque le champ externe était désactivé, les particules motrices présentaient des mouvements rotatifs aléatoires non biaisés avec des déplacements angulaires cumulatifs disparaissant, comme prévu par les fluctuations d'équilibre dans un paysage énergétique (Fig. 3a et Extended Data Fig. 8). En revanche, lorsque nous avons activé le champ AC, une fraction des particules motrices (32,3 %) est immédiatement passée d'une rotation aléatoire et non dirigée à une rotation processive avec un biais directionnel (Fig. 3a et vidéos supplémentaires 1 et 2). La vitesse angulaire maximale que nous avons enregistrée était d'environ 250 tours complets par minute et un nombre approximativement égal de moteurs tournaient dans le sens des aiguilles d'une montre (CW) et dans le sens inverse des aiguilles d'une montre (CCW) lorsque le champ était allumé (Fig. 3b).

a, Exemples de tracés à une seule particule montrant le déplacement angulaire cumulé des extrémités des bras du rotor, avec le champ AC désactivé pendant les 10 premières s. Bleu et orange, exemples de moteurs tournant dans le sens horaire et antihoraire, respectivement ; vert, une particule qui continuait à se tortiller sans biais apparent même lorsque le champ était allumé. Le champ alternatif était une onde carrée de 5 Hz avec une amplitude de 20 V, sauf indication contraire. Un gros plan des 10 premières s avec le champ AC désactivé peut être trouvé dans les données étendues Fig. N = 1 078). c, Exemples de traces de moteur unique montrant l'influence de l'orientation de l'axe du champ AC sur la vitesse du moteur. L'axe du champ AC a été tourné pas à pas par incréments de 5°. Les lignes pointillées indiquent les moments où la direction du champ a été mise à jour. d, Nuage de points des vitesses angulaires corrigées en phase pour différents axes de champ AC (N = 75). Les diagrammes en boîte montrent les 25e et 75e centiles, les moustaches indiquant les 10e et 90e centiles. Les lignes rouges à l'intérieur des cases marquent la médiane. e, Lignes pleines, exemples de traces d'une seule particule observées lors d'un balayage de fréquence AC, montrant un moteur rotatif CCW et CW. Les lignes pointillées donnent la vitesse angulaire effective en tours/cycles de champ. f, Lignes pleines, exemples de traces d'une seule particule observées lors d'un balayage de tension, montrant un moteur rotatif CCW et CW. Les lignes pointillées donnent l'efficacité du biais directionnel comme dans e. g, Nuage de points des vitesses angulaires absolues par cycle de champ AC pour différentes fréquences (gauche, N = 156) et différentes tensions (droite, N = 28). Tracés en boîte et à moustaches comme dans d. Voir également les vidéos supplémentaires 1 à 8.

Données source

Le sens de rotation et la vitesse angulaire effective de chaque particule motrice pourraient être contrôlés par l'orientation de l'axe du champ alternatif par rapport aux particules motrices (qui sont fixées sur le substrat). Pour démontrer cette propriété, nous avons utilisé une configuration à quatre électrodes qui nous a permis de régler la direction effective de l'axe du champ AC par une superposition de champs électriques appliqués dans les directions x et y du plan de la lamelle de verre. Dans une série d'expériences, nous avons fait tourner l'axe du champ AC par incréments de 5° toutes les 1,6 s tout en enregistrant et en suivant les mouvements d'un seul moteur. En conséquence, nous avons obtenu des trajectoires à particule unique qui donnent un déplacement angulaire cumulé par particule unique en fonction du temps (Fig. 3c et vidéos supplémentaires 3 et 4). À partir de ces données, nous avons calculé la vitesse angulaire effective de chaque moteur et les avons tracées en fonction de l'orientation de l'axe du champ à chaque incrément de 1,6 s (Données étendues Fig. 9). Pour la plupart des moteurs, nous observons une dépendance sinusoïdale de la vitesse du moteur sur la direction du champ, y compris le décrochage et l'inversion de direction. Chaque moteur a une orientation de champ CA spécifique pour laquelle le moteur affiche une vitesse maximale et minimale. Nous attribuons ces « déphasages » entre les vitesses des moteurs au fait que les moteurs sont fixés avec des orientations aléatoires sur la lamelle de microscopie. Nous avons aligné la vitesse angulaire par rapport aux données d'orientation du champ et calculé l'écart moyen et standard de la vitesse angulaire sur un ensemble de 75 particules motrices, ce qui donne une impression de la variabilité de la vitesse moteur à moteur (Fig. 3d). Nous avons également caractérisé la dynamique des moteurs individuels en fonction de la fréquence et de l'amplitude du champ alternatif (Fig. 3e – g et vidéos supplémentaires 5–8). La vitesse angulaire effective des moteurs dépendait de la fréquence AC, avec un optimum à une fréquence d'entraînement de 5 Hz. Le biais directionnel de rotation était absent lors de l'application de champs CC et il a également disparu à des fréquences CA élevées (100 Hz). De même, la vitesse angulaire des moteurs pourrait également être contrôlée par l'amplitude du champ alternatif, montrant une vitesse angulaire efficace optimale dans la bande d'amplitude entre 20 et 60 V.

Sur la base des données enregistrées, nous pouvons estimer le couple et le travail effectué sur l'environnement par les moteurs, qui - dans nos expériences pour la Fig. 3 - a été dissipé sous forme de traînée de frottement du long bras de rotor avec le solvant . Le coefficient de frottement de rotation pour le bras du rotor \(({\zeta }_{{\rm{r}}}=\pi \eta {L}^{3})\) est d'environ 4 × 10−22 N m s . Sur la base de la vitesse angulaire maximale observée de 25 radians s−1 (1 500° s−1), on arrive à un couple maximal d'environ 10 pN nm, qui peut être comparé aux 50 pN nm que peut générer F1F0-ATPase35 . La puissance maximale estimée de nos moteurs dissipée en frottement était de 250 pN nm s−1 (62 kBT s−1), ce qui correspond à l'équivalent de l'énergie libre délivrée par l'hydrolyse d'environ 2,5 molécules d'ATP par seconde dans des conditions cellulaires.

Nous pouvons mieux comprendre le mécanisme de nos moteurs en considérant les paysages énergétiques effectifs des Fig. 4a à c, calculés à titre d'exemple pour différentes orientations de champ statorique d'un moteur rotatif simplifié à deux minima (voir également Données étendues Fig. 2). L'asymétrie nécessaire à la sélection de la directionnalité nette (biais ou cliquet) est créée par l'interaction entre le paysage potentiel statique de fond fourni par le corps du moteur et le champ de modulation externe. L'étendue de l'asymétrie dépend de l'orientation du paysage énergétique du moteur par rapport au champ (Fig. 4c), comme illustré de manière exemplaire par des simulations de dynamique de Langevin dans ces paysages énergétiques qui conduisent à des trajectoires de rotation avec CW, CCW et absence de biais directionnel, respectivement . Parce que nous avons déposé au hasard des particules motrices sur des lames de couverture de microscopie dans nos expériences, nous avons obtenu un échantillonnage approximativement uniforme des orientations du moteur par rapport à l'axe du champ, et donc un échantillonnage de moteurs tournant dans le sens horaire ou antihoraire à différentes vitesses (Fig. 3c, d). Les vidéos supplémentaires 9 à 11 résument schématiquement comment la vitesse attendue du moteur dépend de l'orientation, de la fréquence et de l'amplitude du champ.

a, Ligne continue, paysage énergétique interne schématique pour un moteur simplifié à deux minima. Lignes pointillées et pointillées, contribution énergétique du champ AC externe appliqué le long de l'axe 0°–180°. Encarts, fonctions énergétiques en coordonnées polaires. b, Lignes pleines, instantanés de la somme de l'énergie interne du moteur plus la contribution du champ. Lignes pointillées, trajectoire attendue du bras du rotor lors de l'inversion de la direction du champ. La position initiale par demi-cycle de champ est indiquée par un point. c, paysages énergétiques pour le moteur hypothétique à deux minima de a et b tracés sous forme de surfaces d'espace-temps 2D et calculés pour trois orientations exemplaires du moteur par rapport à l'axe du champ (voir encadrés). L'axe de champ est le long de la direction 0°–180°. Points jaunes, exemples de trajectoires d'une seule particule simulées par la dynamique de Langevin. d, Distribution des déplacements angulaires cumulés après deux, quatre et six cycles de champ AC agrégés à partir d'une trajectoire dynamique de Langevin simulée. Les pics proéminents à des intervalles de 180° sont dus à la double symétrie dans le paysage énergétique simulé. e, Analyse d'irréversibilité pour les moteurs simulés. Montré est une moyenne d'ensemble sur 20 moteurs simulés évalués à différentes valeurs de déplacement et pour des intervalles de temps de deux, quatre et six cycles AC, comme indiqué par la couleur. Les moteurs contiennent une double symétrie comme illustré dans le panneau a, dans lequel dans le schéma bleu des orientations de moteur à 45° par rapport au champ ont été utilisées et dans le schéma rouge des orientations symétriques (0°) ont été utilisées. Lignes pleines, guides à l'œil pour souligner la tendance ou son absence. f, Analyse d'irréversibilité des particules motrices observées expérimentalement. La coloration de la distribution indique l'intervalle de temps comme dans le panneau d. Pour tenir compte des variations de vitesse de rotation, la tendance linéaire de chaque rotor a été renormalisée à une pente d'unité avant de calculer les distributions indiquées. Une ligne de pente unitaire a été ajoutée pour guider l'œil. Voir Données étendues Fig. 10b pour l'analyse d'irréversibilité des particules observées expérimentalement. g, à gauche, schémas d'une variante de moteur qui comprend un ressort de torsion ssDNA au point de pivot. A droite, exemple de déplacement angulaire cumulé observé expérimentalement de particules motrices uniques. Première phase : champ AC éteint, ressort détendu. Deuxième phase : champ CA activé, le ressort est enroulé. Troisième phase : champ CA éteint, le ressort se déroule et entraîne le mouvement. Voir également les vidéos supplémentaires 12 et 13.

Données source

Pour tester l'irréversibilité de notre mécanisme au niveau des moteurs individuels, nous avons analysé les propriétés de leurs fluctuations dans le cadre de la thermodynamique stochastique36. Si nous compilons la distribution des angles de déplacement en fonction du temps (à des multiples de la période de champ AC T), nous nous attendons à ce que les rotors prennent naturellement des pas stochastiques le long de la direction du biais et aussi contre lui (Fig. 4d et voir également figure 3a). La thermodynamique stochastique nous permet d'étudier le degré de production d'entropie dans un système hors équilibre avec une trajectoire finie, à partir du rapport entre les taux de transition amont et aval. Dénotant \({\rm{P}}\left({\theta }_{0}+\Delta \theta ,t| {\theta }_{0,}0\right)\) comme la probabilité de rotation par angle Δθ sur la période t à partir de la position initiale de θ0, on s'attend à une relation de fluctuation qui explore l'irréversibilité en extrayant la production moyenne d'entropie Δs dans les nanomoteurs sur la période de temps t = nT (un multiple entier de la période du champ AC ), sous la forme

dans laquelle ωeff et Deff représentent respectivement la vitesse angulaire effective et le coefficient de diffusion des nanomoteurs tout au long de la dynamique de cliquet stochastique. Le coefficient de diffusion effectif est lié à un coefficient de frottement effectif ζeff, qui dépend du mécanisme microscopique de l'entraînement hors équilibre. Notez que l'équation (1) est indépendante du temps t = nT. Cette relation est valable dans les simulations que nous avons effectuées (Fig. 4e) et également dans les données expérimentales des moteurs rotatifs processifs (Fig. 4f), comme le montre l'effondrement de toutes les parcelles sur une ligne d'unité de pente dans le non -cas d'équilibre par un recadrage des pentes. L'entraînement hors équilibre peut également être étudié dans le déplacement au carré moyen qui montre un passage du comportement diffusif au comportement balistique (Extended Data Fig. 10a). Nous pouvons présenter une estimation théorique approximative du rendement du moteur. Lorsque le système fonctionne contre un couple externe τ, sa vitesse angulaire nette sera \({\omega }_{{\rm{eff}}}\left(\tau \right)={\omega }_{{\rm {eff}}}-\tau /{\zeta }_{{\rm{r}}}\), d'où le travail utile par unité de temps de \({\omega }_{{\rm{eff}} }\left(\tau \right)\times \tau =({\omega }_{{\rm{eff}}}-\tau /{\zeta }_{r})\times \tau \) peut être extrait, avec une estimation d'efficacité nominale de \(\epsilon \equiv \frac{({\omega }_{{\rm{eff}}}-\tau /{\zeta }_{{\rm{r}}} )\times \tau \,}{{{\rm{\zeta }}}_{{\rm{eff}}}{\times {\rm{\omega }}}_{{\rm{eff}} }^{2}}\) . Par conséquent, le travail maximum peut être extrait lorsque \(\tau ={\zeta }_{{\rm{r}}}{\omega }_{{\rm{eff}}}/2\), conduisant à un lié à l'efficacité nominale de \(\epsilon \le \frac{{\zeta }_{{\rm{r}}}\,}{{4{\rm{\zeta }}}_{{\rm{ eff}}}}\).

Nous avons également testé si nos moteurs pouvaient générer du couple contre une charge supplémentaire. À cette fin, nous avons conçu des variantes de moteur qui comprenaient un ressort de torsion au point de pivot (Fig. 4g, Données étendues Fig. 11 et Fig. 4 supplémentaire). Le ressort de torsion consistait en une boucle d'ADN simple brin avec une extrémité fixée sur le socle et l'autre sur le bras du rotor. Les rotations du rotor enrouleront la boucle comme un ressort entropique autour de la connexion du pivot du rotor. L'enroulement produit une force de rappel qui finit par faire caler le moteur une fois que le couple créé par le ressort enroulé équilibre le couple maximal délivré par le moteur. Le ressort ainsi tendu sert alors de réservoir d'énergie pouvant entraîner le rotor en sens inverse lorsque l'alimentation en énergie externe est coupée, jusqu'à ce que le ressort se détende à nouveau. Ce comportement prédit correspond à ce que nous avons observé : les particules individuelles présentant le ressort de torsion ont montré une rotation processive lorsque le champ AC était activé jusqu'au décrochage, puis ont immédiatement commencé à tourner progressivement dans la direction opposée une fois le champ AC coupé (Fig. 4g et Vidéos supplémentaires 12 et 13).

En conclusion, nos moteurs rotatifs macromoléculaires peuvent effectuer un travail, comme en témoignent leur rotation soutenue contre la traînée visqueuse en solution et leur capacité à enrouler un ressort de torsion moléculaire. Avec des vitesses angulaires allant jusqu'à 250 tours par minute et des couples jusqu'à 10 pN nm, les moteurs atteignent des vitesses de rotation et des couples qui se rapprochent de ceux connus des puissantes machines moléculaires naturelles, telles que l'ATP synthase. Les moteurs se déplacent de manière directionnelle grâce à des propriétés mécanistes intrinsèques, alimentés par une simple modulation d'énergie externe qui ne nécessite aucun retour ou information fournie par l'utilisateur pour diriger les moteurs. Nos moteurs offrent également des options de contrôle que l'on connaît des moteurs à grande échelle : l'utilisateur peut les allumer et les éteindre à volonté, ils réagissent rapidement et la vitesse et le sens de rotation peuvent être réglés. Les moteurs peuvent être produits et utilisés par toute personne ayant accès à un équipement de laboratoire humide standard. Il suffit de transmettre les informations de séquence pour permettre à d'autres utilisateurs de répliquer et de construire leurs propres moteurs à l'aide de molécules d'ADN obtenues, par exemple, de sources commerciales. La production des molécules d'ADN requises peut être mise à l'échelle en quantités massives37. En raison de la modularité des composants DNA origami, nous nous attendons à ce que les moteurs puissent également être modifiés, adaptés et intégrés dans d'autres contextes. Gopinath et al. ont récemment décrit comment placer et orienter des objets d'origami d'ADN sur des surfaces à l'état solide à motifs de manière programmable38,39. Ces méthodes pourraient être utilisées pour construire des réseaux de moteurs avec une orientation contrôlée du stator par rapport à l'axe du champ, pour obtenir une rotation synchronisée40. Notre conception de moteur et notre concept de fonctionnement pourraient également être applicables à d'autres systèmes au-delà de l'origami ADN. Par exemple, des assemblages rotatifs à base de protéines comportant des résidus chargés pourraient vraisemblablement être conçus de novo et pourraient être entraînés en rotation avec une polarisation directionnelle par des champs AC. De plus, au lieu de champs électriques, d'autres sources d'énergie qui alternent dans la directionnalité, telles que des flux de fluides alternés, pourraient vraisemblablement être également utilisées. Une prochaine frontière naturelle serait d'explorer la possibilité de moduler la barrière par une réaction chimique et d'exploiter le mouvement moteur dirigé pour conduire une synthèse chimique ascendante en utilisant un mécanisme synthétique plus élaboré avec un mouvement réciproque coordonné - un peu comme la F1F0-ATP synthase synthétise mécaniquement l'ATP entraîné par mouvement rotatif.

Toutes les structures ont été conçues à l'aide de cadnano 0.2 (réf. 41). Le socle a été plié à partir d'un échafaudage personnalisé linéarisé de 7 585 bases de long, tandis que le socle avec ressort de torsion a été plié à partir d'un échafaudage de 8 064 bases de long, ainsi que les deux parties du bras du rotor. La plate-forme triangulaire a été pliée à partir d'un échafaudage de 9 072 bases42.

L'échafaudage circulaire d'une longueur de 8 064 bases a été préparé comme décrit précédemment43 à partir d'un bioréacteur agité de 2 l. L'échafaudage circulaire de longueur 9 072 bases, ainsi que le précurseur circulaire de l'échafaudage linéaire de longueur 7 585 bases, ont été préparés à partir de cultures en flacons agités comme décrit précédemment42. Pour linéariser l'échafaudage, il a été digéré au zinc comme décrit précédemment37.

Tous les mélanges réactionnels de repliement contenaient une concentration finale d'échafaudage de 50 nM et des brins d'oligonucléotides (Integrated DNA Technologies (IDT)) de 500 nM chacun (pour la plate-forme triangulaire) ou de 200 nM chacun (pour les autres structures). Les tampons de réaction de repliement contenaient 5 mM de chlorhydrate de tris(hydroxyméthyl)aminométhane (TRIS-HCl), 1 mM d'acide éthylènediaminetétraacétique (EDTA), 5 mM de NaCl et 10 mM (bras de rotor), 15 mM (les deux variantes de socle) ou 20 mM (triangulaire plate-forme) MgCl2. Les solutions de pliage ont été recuites thermiquement à l'aide de dispositifs de cyclage thermique Tetrad (MJ Research, maintenant Bio-Rad). Les réactions ont été laissées à 65 °C pendant 15 min puis soumises à une rampe de recuit thermique de 60 °C à 44 °C (1 °C h−1). Les structures pliées ont été stockées à température ambiante jusqu'à d'autres étapes de préparation des échantillons. Toutes les séquences d'ADN sont disponibles dans les tableaux de données supplémentaires 1 à 5.

Toutes les structures repliées ont été purifiées des oligonucléotides en excès soit par précipitation au polyéthylène glycol (PEG) (bras de rotor et variantes de piédestal) soit par extraction physique à partir de gels d'agarose (plate-forme triangulaire). Les monomères purifiés sur gel ont été concentrés par ultracentrifugation. L'extension de bras de rotor purifiée au PEG a ensuite été incubée avec un ensemble de brins oligonucléotidiques de connexion à une concentration de MgCl2 de 10 mM pendant 1 h à 30 ° C, puis le PEG a de nouveau précipité. Toutes les procédures ont été réalisées comme décrit précédemment33.

Dans un premier temps, les deux dimères, plate-forme triangulaire et socle (dimère 1), ainsi que les deux parties du bras du rotor (dimère 2), ont été assemblés en mélangeant une solution 1:1 des monomères respectifs à une concentration finale en MgCl2 de 40 mM (dimère 1) et 5 mM (dimère 2), et laissé à 40 °C pendant au moins 16 h. Le dimère 1 a ensuite été précipité au PEG pour échanger le tampon à une concentration finale de MgCl2 de 5 mM. Les deux dimères ont été mélangés et incubés à 10 mM de MgCl2 pendant au moins 16 h.

Les nanostructures d'ADN pliées et assemblées ont été soumises à une électrophorèse sur des gels d'agarose à 1, 5% ou 2% contenant 0, 5 × tris-borate-EDTA et 5, 5 mM MgCl2 pendant 1, 5 à 3 h à une tension de polarisation de 90 ou 100 V dans une boîte de gel refroidie à l'eau. Les gels d'agarose électrophorés ont été colorés avec du bromure d'éthidium et scannés à l'aide d'un scanner laser Typhoon FLA 9500 (GE Healthcare) à une résolution de 50 μm par pixel.

Une quantité d'échantillon de 5 μl a été adsorbée sur des grilles de Cu à décharge luminescente avec support en carbone (production interne et Science Services, Munich) et colorée avec une solution aqueuse de formiate d'uranyle à 2% contenant 25 mM de NaOH. Les échantillons ont été incubés pendant des durées différentes en fonction de la concentration. En général, les structures avec des concentrations de l'ordre de dizaines de nM ont été incubées pendant 30 s, tandis que les échantillons moins concentrés (5 nM ou moins) ont été incubés pendant 5 à 10 min. Les images ont été acquises à l'aide d'un microscope Philips CM100 fonctionnant à 100 kV.

L'échantillon purifié et concentré a été appliqué sur des grilles C-Flat 2/1-4C (EMS) à décharge luminescente (Protochips) et congelé en plongée à l'aide d'un Vitrobot Mark V (FEI, maintenant Thermo Scientific) aux réglages suivants : température de 22 ° C, humidité de 90 %, temps d'attente de 0 s, temps de transfert de 3 s, force de transfert -1, temps de drainage de 0 s.

Les données ont été acquises sur un microscope électronique Titan Krios G2 fonctionnant à 300 kV équipé d'un détecteur direct Falcon 3 utilisant le logiciel EPU (Thermo Scientific). Une exposition totale de 3,3 s avec une dose de 44 e Angstrom-2 divisée en 11 fractions a été utilisée.

Le traitement d'image a été effectué dans RELION 3.0 (réfs. 44,45). Les micrographies ont été corrigées en mouvement et la fonction de transfert de contraste estimée à l'aide de MotionCor2 (réf. 46) et CTFFIND4.1 (réf. 47), respectivement. Les particules ont été prélevées à l'aide de crYOLO48. Les particules auto-cueillies ont été extraites des micrographies et regroupées par 2, soumises à un cycle de classification 2D et 3D pour éliminer les contaminations de grille faussement sélectionnées et les particules endommagées, et pour traiter l'hétérogénéité structurelle. Une carte 3D raffinée a été reconstruite à l'aide d'un modèle initial à basse résolution créé dans RELION. Un nombre total de 38 649 particules a été utilisé pour la reconstruction finale. La carte a été post-traitée à l'aide d'un masque filtré passe-bas pour calculer les corrélations de la coque de Fourier et estimer la résolution globale de 16 Angströms avec un facteur B défini manuellement de -500.

Les monomères ont été pliés, purifiés et assemblés comme décrit précédemment. Les oligos biotinylés ont été incubés avec un excès de 32 × de neutravidine (Thermo Fisher Scientific), puis ajoutés aux polymères en un excès d'environ 10 × au site de liaison pendant 1 à 2 h à température ambiante. Le mélange réactionnel résultant a été purifié sur gel en extrayant uniquement les espèces tétramères. Les concentrations des échantillons étaient d'environ 100 pM. Si nécessaire, un ensemble de deux brins oligonucléotidiques espaceurs a été ajouté dans un excès d'environ 100 × à l'échantillon pour monter les obstacles sur la plate-forme triangulaire. Tous les échantillons ont été stockés à température ambiante jusqu'à ce qu'ils soient imagés au microscope jusqu'à plusieurs semaines.

La préparation de la lame de verre de couverture de biotine-PEG, la production de la chambre d'écoulement et la configuration de la microscopie TIRF sont telles que décrites précédemment dans la réf. 25. Les échantillons ont été dilués en dessous de 100 pM dans un tampon d'imagerie (FMB 500) contenant 500 mM de NaCl, 100 mM de TRIS-HCl et 2 mM d'EDTA, ajoutés à la chambre d'échantillon et immobilisés sur la surface du verre par biotine-streptavidine-biotine. lien. Les structures non liées ont été éliminées par rinçage avec du FMB 500 après environ 5 min. La chambre d'échantillon a ensuite été rincée deux fois avec le tampon d'imagerie final (FMB 1,5) contenant 150 mM de TRIS-HCl, 1 mM d'EDTA, 1,5 M de NaCl et comprenant un système de piégeage d'oxygène avec 2 mM de Trolox (6-hydroxy-2,5,7 ,8-tétraméthylchromane-2-acide carboxylique), 0,8 % de D-glucose, 2 000 U ml-1 catalase et 165 U ml-1 glucose oxydase. Pour les mesures de ressort de torsion, 30 % de saccharose ont été ajoutés et la concentration finale de NaCl a été abaissée à 1 M. Les enzymes, le Trolox et le glucose ont été achetés chez Sigma-Aldrich. Enfin, la chambre d'échantillon a été complètement remplie de FMB 1,5 et un bouchon sur mesure qui fixe des fils de platine de 0,2 mm d'épaisseur, auxquels la tension de fonctionnement est appliquée, a été fixé sur le dessus de la chambre d'écoulement. La tension appliquée était contrôlée par une routine LabVIEW personnalisée qui fournissait des tensions de contrôle à un amplificateur opérationnel personnalisé pour générer la tension de sortie finale. Les vidéos ont été acquises pendant 40 à 64 s à une cadence de 250 images s-1 avec un champ AC uniaxial appliqué de 0 à 60 V et des fréquences de 1 à 100 Hz.

Les particules en mouvement ont été localisées manuellement, Gauss ajustées et captées avec le logiciel Picasso49. Toutes les étapes successives ont été effectuées à l'aide d'un script MATLAB personnalisé. A partir du suivi de la position des extrémités des bras du rotor, le déplacement angulaire cumulé a été obtenu. De plus, les vitesses angulaires (Ω) ont été calculées selon :

dans laquelle ϑ est l'angle à la trame respective (première et dernière trame d'une période avec ou sans le champ AC externe) et ∆t indique la différence de temps entre ces deux trames. Un histogramme des vitesses angulaires a été calculé.

Pour l'imagerie super-résolution DNA-PAINT, les trois coins de la plate-forme triangulaire ont été marqués avec trois sites de liaison transitoires DNA-PAINT. Une fois les données de diffusion du rotor acquises, le tampon d'imagerie FMB 1.5 comprenant le système de piégeage d'oxygène a été échangé avec une solution d'imagerie DNA-PAINT composée de 1 × TAE, 12 mM MgCl2, 0, 05% TWEEN20 et 20 nM P1 brins d'imageur. Avant l'acquisition des données DNA-PAINT, les fluorophores du rotor ont été blanchis par une exposition accrue à l'excitation à 642 nm. Les vidéos ont été enregistrées pour 7 000 images avec une exposition de 400 ms et une sortie laser d'excitation de 642 nm de 70 mW. La détection ponctuelle des événements de liaison de l'imageur et l'ajustement de Gauss des fonctions d'étalement des points ont été effectués avec la fonction « Localiser » du progiciel Picasso. Par la suite, la fonction «Render» a été utilisée pour visualiser la liste d'événements résultante et corréler les données de super-résolution DNA-PAINT avec les données des mesures de diffusion du rotor.

Pour la simulation, nous considérons le bras du rotor comme une particule brownienne dans un paysage énergétique 1D dépendant du temps U(ϑ, t). Cela nous permet d'écrire l'équation du premier ordre

avec une constante d'amortissement λ et un terme de bruit η qui satisfait \(\left\langle \eta \left(t\right)\eta \left({t}^{{\prime} }\right)\right\rangle =\) \(2{k}_{{\rm{B}}}T\lambda \delta \left(t-{t}^{{\prime} }\right)\). Le paysage énergétique se compose d'une contribution intrinsèque au rotor indépendante du temps et d'un champ électrique externe alternatif

dans lequel

représente le champ électrique externe alternatif avec la période d'oscillation T. Les paramètres a, b et c désignent respectivement les intensités relatives du champ électrique, le paysage intrinsèque du rotor et la largeur des minima d'énergie locaux. De plus, ϑ0 décrit l'angle compris entre le rotor et l'axe du champ et les minima d'énergie sont espacés de Δϑ. Pour assurer le lien avec la dynamique de rotation, Δϑ doit être une simple fraction de 2π. Pour améliorer la stabilité numérique, nous travaillons avec un paysage énergétique différentiable et, par conséquent, nous nous rapprochons pour un grand N :

L'analyse d'irréversibilité décrite dans le texte principal et illustrée à la Fig. 4 est effectuée sur les données de la manière suivante. Étant donné un intervalle de temps Δt, on calcule tous les couples \(\triangle {{\vartheta }}_{t}={{\vartheta }}_{n+t}-{{\vartheta }}_{n}\) à partir d'une série temporelle {ϑn}, dans laquelle ce ϑn mesure la position angulaire du rotor incluant les rotations complètes précédentes.

A partir de ces données, nous utilisons une estimation de la densité du noyau avec des noyaux gaussiens (https://github.com/JuliaStats/KernelDensity.jl) de la distribution de probabilité \(p\left({{\vartheta }}_{0}\, {\rm{mod}}\,360,\triangle {\vartheta }\right)\), représentant un saut de la position ϑ0 à ϑ0 + Δϑ. En utilisant cette distribution, nous calculons

en faisant la moyenne sur les positions initiales \({{\vartheta }}_{0}\in [0,360)\). L'analyse de chaque rotor k donne une fonction \({\left(\frac{\triangle s}{{k}_{{\rm{B}}}}\right)}_{k}\) qui suit approximativement tendance linéaire indépendante de t. Les distributions estimées sur ces fonctions sont présentées à la Fig. 4 pour les rotors simulés et expérimentaux. La pente moyenne de la tendance résultante est proportionnelle au biais de rotation. Pour tenir compte de la variation notable du biais de rotation dans différents moteurs expérimentaux, toutes les tendances ont été renormalisées à une pente unitaire. Cette étape de renormalisation devient mal définie pour les moteurs expérimentaux non biaisés qui ont ainsi été exclus.

La carte cryo-EM illustrée à la figure 2 est disponible dans la banque de données de microscopie électronique (EMDB) sous le code d'accession EMD-14358. Les données brutes de la vidéo Cryo-EM et de la fluorescence en temps réel sont disponibles sur demande auprès de l'auteur correspondant. Les séquences d'oligos et d'échafaudages ainsi que les données sources sont disponibles dans le fichier d'informations supplémentaires. Les données sources sont fournies avec ce document.

Les scripts MATLAB pour l'analyse des données de microscopie TIRF peuvent être téléchargés à partir de https://github.com/DietzlabTUM/matlab_tirfm_movies50.

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Ce travail a été soutenu par une subvention Consolidator du Conseil européen de la recherche à HD (accord de subvention 724261), la Deutsche Forschungsgemeinschaft grâce à des subventions accordées dans le cadre du programme Gottfried Wilhelm Leibniz (à HD), le projet SFB863 ID 111166240 TPA9 (à HD) et TPA8 (à FCS), le projet SFB 1032 ID 201269156 TPA2 (à FCS) et l'Organisation néerlandaise pour la recherche scientifique (NWO, programme Rubicon, projet n° 019.182EN.037 à WE). Le travail a reçu le soutien de l'école Max Planck Matter to Life (à RG, FCS et HD) et du consortium MaxSynBio (à RG), qui sont financés conjointement par le ministère fédéral de l'Éducation et de la Recherche (BMBF) d'Allemagne et le Max Société Planck. Nous reconnaissons un soutien supplémentaire via la stratégie d'excellence du gouvernement fédéral et des Länder via la subvention RISE du réseau d'innovation TUM.

Chaire de nanotechnologie biomoléculaire, Département de physique et Institut de génie biomédical de Munich, Université technique de Munich, Garching près de Munich, Allemagne

Anna-Katharina Pumm, Wouter Engelen, Viktorija Kozina, Massimo Kube, Maximilian N. Honemann, Eva Bertosin & Hendrik Dietz

Chaire de physique des biosystèmes synthétiques, Département de physique, Université technique de Munich, Garching près de Munich, Allemagne

Enzo Kopperger, Matthias Vogt, Martin Langecker & Friedrich C. Simmel

Institut Max Planck pour la dynamique et l'auto-organisation, Göttingen, Allemagne

Jonas Isensee & Ramin Golestanian

Rudolf Peierls Centre for Theoretical Physics, Université d'Oxford, Oxford, Royaume-Uni

Ramin Golestanian

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A.-KP a synthétisé des variantes motrices et effectué la recherche, soutenue par VK ; WE a contribué à la compréhension du mécanisme moteur avec des simulations Monte Carlo ; A.-KP et EK ont réalisé des expériences DNA-PAINT. EK, MV et ML ont fourni et exploité la configuration de microscopie TIRF personnalisée avec contrôle de champ AC utilisé pour les mesures du moteur, supervisé par FCS ; JI a réalisé les simulations de Langevin et analysé les données expérimentales en lien avec la relation de fluctuation, sous la direction de RG, qui a également conçu la partie théorique de la recherche ; MNH a préparé les brins d'ADN d'échafaudage personnalisés ; MK et EB ont effectué des expériences cryo-EM ; HD a conçu et conçu le projet de recherche et supervisé la partie expérimentale de la recherche. A.-KP, WE, JI, RG et HD ont préparé les figures et rédigé le manuscrit. Tous les auteurs ont édité et commenté le manuscrit.

Correspondance à Ramin Golestanian, Friedrich C. Simmel ou Hendrik Dietz.

Un brevet a été déposé citant A.-KP, WE, EK et HD comme inventeurs.

Nature remercie Henry Hess et les autres relecteurs anonymes pour leur contribution à la relecture par les pairs de ce travail.

Note de l'éditeur Springer Nature reste neutre en ce qui concerne les revendications juridictionnelles dans les cartes publiées et les affiliations institutionnelles.

a, Schéma de la section transversale de la chambre d'échantillon avec bouchon inséré. b, Illustration de la chambre d'échantillon assemblée en vue de dessus et schématique de la forme du canal résultant et du câblage des électrodes (paire d'électrodes principale en noir, deuxième paire optionnelle en gris). c, Dimensions du composant supérieur de la chambre d'échantillon (à gauche) et du ruban adhésif pour une (milieu) et deux paires d'électrodes (à droite) en cours d'utilisation. d, vue de dessus schématique des rotors attachés à la lamelle du microscope avec une paire d'électrodes pour un champ AC uniaxial. e, Vue de dessus schématique des rotors fixés à la lamelle du microscope avec deux paires d'électrodes pour la possibilité de faire tourner l'axe du champ AC.

a,c,e, Ligne continue, paysage énergétique interne schématique pour un modèle de moteur simplifié comportant un (a), deux (c) et six (e) minima. Lignes pointillées et pointillées, la contribution énergétique d'un champ AC externe appliqué le long de l'axe 0°–180°. Les encarts de droite donnent les fonctions énergétiques en coordonnées polaires. b,d,f, Lignes pleines, instantanés du paysage énergétique effectif (c'est-à-dire la somme de l'énergie interne du moteur plus la contribution du champ) pour un moteur avec un (b), deux (d) et six (f) minima. Les lignes pointillées donnent la trajectoire attendue du bras du rotor lors de l'inversion de la direction du champ. La position initiale par demi-cycle de champ est indiquée par un point.

Image numérisée au laser d'un gel d'agarose à 1,5 % avec 5,5 mM de MgCl2 passé sur un bain-marie à 100 V pendant 165 min sur lequel les échantillons suivants ont été soumis à une électrophorèse : L, échelle de 1 kb ; 1, plate-forme triangulaire ; 2, socle ; 3, première partie du bras du rotor ; 4, deuxième partie du bras du rotor (extension) ; 5, plate-forme triangulaire et dimère de piédestal ; 6, dimère de bras de rotor ; 7, tétramère entièrement assemblé. P, poches ; Tet, tétramère ; Dim1, dimère de plate-forme triangulaire et socle ; Dim2, dimère du bras du rotor.

a, exemple de micrographie. Barre d'échelle, 50 nm. b, moyennes représentatives de la classe 2D. c, Histogramme représentant la distribution orientationnelle des particules. d, diagramme de corrélation en coquille de Fourier. e, Six vues différentes de la carte de densité électronique.

a, écart type de l'intensité de fluorescence des vidéos TIRF à une seule particule. Barre d'échelle, 500 nm. Les images montrent l'écart type de l'intensité moyenne par pixel calculée sur toutes les images des vidéos TIRF enregistrées. b, images DNA-PAINT montrant les positions de l'extrémité du bras du rotor (orange) par rapport à la plate-forme triangulaire (bleu). Barre d'échelle, 500 nm.

a–c, montage des 76 premières images de trame individuelles à partir des particules données à la Fig. 2 (particules de gauche (a), du milieu (b) et de droite (c)). Boîte verte, intensité moyenne de toute la vidéo. Encadré rouge, écart type de l'intensité moyenne par pixel calculée à partir de l'ensemble de la vidéo.

À gauche, nuage de points de la position de l'extrémité du bras du rotor à l'aide d'une approche de centre de masse de fenêtre virtuelle (vwcm). Énergie moyenne libre calculée à partir du suivi centroïde (rouge) et des intensités radiales des pixels (bleu). A droite, moyenne de l'intensité moyenne par pixel calculée sur toutes les images.

Zoom avant d'exemples de traces à une seule particule montrant le déplacement angulaire cumulé des extrémités des bras du rotor, comme illustré à la Fig. 3a avec le champ AC désactivé pendant les 10 premières s. Les traces colorées sont les mêmes que sur la Fig. 3a.

L'axe du champ AC a été tourné pas à pas par incréments de 5° toutes les 1,6 s. Les lignes pointillées indiquent les moments où la direction du champ a été mise à jour

Données source

a, Déplacement angulaire carré moyen des moteurs observés et simulés expérimentalement. Nous comparons des données expérimentales (points verts) avec des simulations réalisées dans un paysage symétrique (jaune) et dans un paysage biaisé (bleu). La simulation non biaisée se comporte de manière diffuse à des temps longs. La simulation biaisée et les données expérimentales se comportent toutes deux de manière diffuse à de courts instants mais passent à un mouvement balistique à de longs instants. b, Analyse d'irréversibilité de particules motrices observées expérimentalement sans champ électrique externe. La coloration de la distribution indique l'intervalle de temps avec \(T=\frac{1}{f}=0.2\,{\rm{s}}\). Contrairement à la figure 4e, aucune renormalisation n'a été appliquée, car une tendance claire fait défaut.

a, Image numérisée au laser d'un gel d'agarose à 1,5 % avec 5,5 mM de MgCl2 passé sur un bain-marie à 100 V pendant 165 min sur lequel les échantillons suivants ont été soumis à une électrophorèse : L, échelle de 1 kb ; 1, plate-forme triangulaire ; 2, socle ; 3, première partie du bras du rotor ; 4, deuxième partie du bras du rotor (extension) ; 5, plate-forme triangulaire et dimère de piédestal ; 6, dimère de bras de rotor ; 7, tétramère entièrement assemblé. P, poches ; Tet, tétramère ; Dim1, dimère de plate-forme triangulaire et socle ; Dim2, dimère du bras du rotor. b, Exemples d'images TEM à coloration négative de l'ensemble moteur complet avec bras de rotor attaché imagé avec un microscope Philips CM100. Barre d'échelle, 100 nm.

Ce fichier contient les figures supplémentaires 1 à 4, les analyses de gel non recadrées, les micrographies TEM non recadrées, la séquence d'échafaudage personnalisée utilisée pour le piédestal et les tableaux supplémentaires 1 à 5.

Trajectoire exemplaire d'une seule particule motrice, champ AC d'abord éteint, puis allumé (tracé bleu, Fig. 3a). À gauche, vidéo brute d'une particule unique exemplaire. La croix jaune indique la position suivie de l'extrémité du bras du rotor. La particule tourne effectivement dans la direction CW lors de l'activation du champ AC. Droite, déplacement angulaire cumulé de la pointe du rotor. La vidéo originale a été acquise avec 250 images par seconde. Nombre total d'images collectées : 10 082 ; temps vidéo (réel) : 40,328 s. Une image sur deux de la pile d'images d'origine a été exportée.

Trajectoire exemplaire d'une seule particule motrice, champ AC d'abord éteint, puis allumé (tracé orange, Fig. 3a). À gauche, vidéo brute d'une particule unique exemplaire. La croix jaune indique la position suivie de l'extrémité du bras du rotor. La particule tourne effectivement dans le sens CCW lors de l'activation du champ AC. Droite, déplacement angulaire cumulé de la pointe du rotor. La vidéo originale a été acquise avec 250 images par seconde. Nombre total d'images collectées : 13 538 ; temps vidéo (réel) : 54,152 s. Une image sur deux de la pile d'images d'origine a été exportée.

Trajectoire exemplaire d'une seule particule motrice observée lors de la rotation progressive de l'axe du champ AC (trace noire, Fig. 3c). À gauche, vidéo brute d'une particule unique exemplaire. La croix jaune indique la position suivie de l'extrémité du bras du rotor. La vitesse angulaire de la particule dépend de la direction de l'axe du champ alternatif par rapport au corps du moteur. L'axe du champ AC a été tourné de 0° à 180° par incréments de 5°. Droite, déplacement angulaire cumulé. La vidéo originale a été acquise avec 250 images par seconde. Nombre total de cadres collectés : 16 000 ; temps vidéo (réel) : 64 s. Une image sur deux de la pile d'images d'origine a été exportée.

Trajectoire exemplaire d'une seule particule motrice observée lors de la rotation progressive de l'axe du champ AC (tracé bleu, Fig. 3c). À gauche, vidéo brute d'une particule unique exemplaire. La croix jaune indique la position suivie de l'extrémité du bras du rotor. La vitesse angulaire de la particule dépend de la direction de l'axe du champ alternatif par rapport au corps du moteur. L'axe du champ AC a été tourné de 0° à 180° par incréments de 5°. Droite, déplacement angulaire cumulé. La vidéo originale a été acquise avec 250 images par seconde. Nombre total de cadres collectés : 16 000 ; temps vidéo (réel) : 64 s. Une image sur deux de la pile d'images d'origine a été exportée.

Trajectoire exemplaire d'une seule particule motrice vue pendant le balayage de fréquence AC (trace noire, Fig. 3e). À gauche, vidéo brute d'une particule unique exemplaire. La croix jaune indique la position suivie de l'extrémité du bras du rotor. La fréquence AC a été réduite de manière progressive (100 Hz, 10 Hz, 5 Hz, 1 Hz). Droite, déplacement angulaire cumulé. La vidéo originale a été acquise avec 250 images par seconde. Nombre total de cadres collectés : 16 000 ; temps vidéo (réel) : 64 s. Une image sur deux de la pile d'images d'origine a été exportée.

Trajectoire exemplaire d'une seule particule motrice vue pendant le balayage de fréquence AC (trace bleue, Fig. 3e). À gauche, vidéo brute d'une particule unique exemplaire. La croix jaune indique la position suivie de l'extrémité du bras du rotor. La fréquence AC a été réduite de manière progressive (100 Hz, 10 Hz, 5 Hz, 1 Hz). Droite, déplacement angulaire cumulé. La vidéo originale a été acquise avec 250 images par seconde. Nombre total d'images collectées : 16 000 (réelles) ; temps vidéo : 64 s. Une image sur deux de la pile d'images d'origine a été exportée.

Trajectoire exemplaire d'une seule particule motrice observée pendant le balayage de la tension alternative (trace noire, Fig. 3f). À gauche, vidéo brute d'une particule unique exemplaire. La croix jaune indique la position suivie de l'extrémité du bras du rotor. La tension alternative a été augmentée progressivement de 0 V à 60 V, puis coupée à nouveau. Droite, déplacement angulaire cumulé. La vidéo originale a été acquise avec 250 images par seconde. Nombre total de cadres collectés : 12 000 ; temps vidéo (réel) : 48 s. Une image sur deux de la pile d'images d'origine a été exportée.

Trajectoire exemplaire d'une seule particule motrice observée pendant le balayage de tension alternative (trace bleue, Fig. 3f). À gauche, vidéo brute d'une particule unique exemplaire. La croix jaune indique la position suivie de l'extrémité du bras du rotor. La tension alternative a été augmentée progressivement de 0 V à 60 V, puis coupée à nouveau. Droite, déplacement angulaire cumulé. La vidéo originale a été acquise avec 250 images par seconde. Nombre total de cadres collectés : 12 000 ; temps vidéo (réel) : 48 s. Une image sur deux de la pile d'images d'origine a été exportée.

Illustration du comportement attendu du moteur en fonction de l'orientation de l'axe du champ AC. À gauche : en haut, profil d'énergie libre supposé d'un moteur idéalisé comportant deux minima énergétiques ; au milieu, la contribution énergétique du champ AC externe ; en bas, profil d'énergie libre efficace (tracé en coordonnées polaires). La ligne verte donne l'orientation du bras du rotor. Profils intermédiaires d'énergie libre tracés pour les coordonnées cartésiennes. Le point vert donne l'orientation du bras du rotor. A droite, déplacement angulaire cumulé vu lors d'une simulation Langevin. Dans cette simulation, l'axe du champ AC a été maintenu stationnaire pendant un nombre fixe d'images et la dynamique des particules a été enregistrée ; puis l'axe du champ AC a été mis à jour dans une orientation différente, comme indiqué par les flèches.

Illustration du comportement attendu du moteur en fonction de la fréquence du champ AC. À gauche : en haut, profil d'énergie libre supposé d'un moteur idéalisé comportant deux minima énergétiques ; au milieu, la contribution énergétique du champ AC externe ; en bas, profil d'énergie libre efficace (tracé en coordonnées polaires). La ligne verte donne l'orientation du bras du rotor. Profils intermédiaires d'énergie libre tracés pour les coordonnées cartésiennes. Le point vert donne l'orientation du bras du rotor. A droite, déplacement angulaire cumulé vu lors d'une simulation Langevin. Dans cette simulation, la fréquence du champ AC a été maintenue stationnaire pendant un nombre fixe d'images et la dynamique des particules a été enregistrée ; puis la fréquence du champ CA a été augmentée du facteur de fréquence du champ CA indiqué.

Illustration du comportement attendu du moteur en fonction de l'amplitude du champ AC. À gauche : en haut, profil d'énergie libre supposé d'un moteur idéalisé comportant deux minima énergétiques ; au milieu, la contribution énergétique du champ AC externe ; en bas, profil d'énergie libre efficace (tracé en coordonnées polaires). La ligne verte donne l'orientation du bras du rotor. Profils intermédiaires d'énergie libre tracés pour les coordonnées cartésiennes. Le point vert donne l'orientation du bras du rotor. A droite, déplacement angulaire cumulé vu lors d'une simulation Langevin. Dans cette simulation, l'amplitude du champ AC a été maintenue stationnaire pendant un nombre fixe d'images et la dynamique des particules a été enregistrée ; puis l'amplitude du champ AC a été augmentée du facteur d'intensité de champ AC indiqué.

Trajectoire exemplaire d'une seule particule motrice avec un ressort de torsion pendant un cycle d'enroulement (tracé en bas à gauche, Fig. 4g). A gauche, vidéo brute d'un exemple de rotor avec ressort de torsion pendant un cycle d'enroulement (champ AC activé) et de déroulement (champ AC désactivé) avec position de suivi superposée du bras du rotor (croix jaune). A droite, déplacement angulaire cumulé correspondant. La vidéo originale a été acquise avec 250 images par seconde. Nombre total de cadres collectés : 14 000 ; temps vidéo (réel) : 56 s. Une image sur deux de la pile d'images d'origine a été exportée.

Trajectoire exemplaire d'une particule motrice unique avec un ressort de torsion pendant deux cycles d'enroulement (tracé en haut à droite, Fig. 4g). A gauche, vidéo brute d'un exemple de rotor avec ressort de torsion pendant deux cycles d'enroulement (champ AC activé) et de déroulement (champ AC désactivé) avec position de suivi superposée du bras du rotor (croix jaune). A droite, déplacement angulaire cumulé correspondant. La vidéo originale a été acquise avec 250 images par seconde. Nombre total de cadres collectés : 14 000 ; temps vidéo (réel) : 56 s. Une image sur deux de la pile d'images d'origine a été exportée.

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Réimpressions et autorisations

Pumm, AK., Engelen, W., Kopperger, E. et al. Un moteur à cliquet rotatif DNA origami. Nature 607, 492–498 (2022). https://doi.org/10.1038/s41586-022-04910-y

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Reçu : 16 septembre 2021

Accepté : 25 mai 2022

Publié: 20 juillet 2022

Date d'émission : 21 juillet 2022

DOI : https://doi.org/10.1038/s41586-022-04910-y

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